Особливості стерилізації експлантів Hydrangea L. за введення в культуру in vitro
DOI:
https://doi.org/10.31210/spi2026.29.02.02Ключові слова:
гортензія, мікропагони, життєздатність, стерилізатор, експозиціяАнотація
У статті висвітлено питання вивчення ефективності стерилізаційних речовин та способів стерилізації
експлантів гортензії при введенні в культуру in vitro. Вихідним матеріалом для введення в культуру in vitro були мікропагони з апікальною меристемою відібрані з 3–5-річних рослин H. macrophylla 'Nikko Blue', H. arborescens 'Annabelle', H. paniculata 'Grandiflora'. Визначено, що найефективнішим стерилізатором
є розчин 0,1 % дихлориду ртуті (HgCl2). Його застосування за експозиції 1–1,5 хв. забезпечило отримання 67,2–85,5 % стерильних мікропагонів, з яких 62,8–73,3 % були життєздатними. Збільшення часу стерилізації HgCl2 до 2,0 хв. призвело до втрати життєздатності експлантів, яка становила 54,7 %. Найменш ефективним стерилізатором виявився 2,5 % гіпохлорит натрію (NaOCl), який забезпечив отримання до 55,8 %
стерильних експлантів за всіх експозицій. Стерилізація експлантів у розчині 1,0 % нітрату срібла (AgNO3) забезпечила отримання більшої кількості стерильних експлантів, ніж стерилізація в розчині гіпохлориту
натрію, однак їхня життєздатність була найнижчою порівняно з іншими стерилізаторами. За стерилізації упродовж 2 хв. вихід стерильних експлантів становив 72,8 %, але лише 20,5 % було життєздатних. Виявлено, що живці всіх видів і сортів роду Hydrangea, відібрані та введені в культуру in vitro у травні, були менш заражені, але кількість стерильних життєздатних експлантів була значно меншою і становила від 19,4 до 20,6 %, порівняно з живцями, відібраними та введеними в культуру у липні. Визначено, що найвищий вихід життєздатних стерильних експлантів отримано при введенні їх у культуру in vitro 05–25 липня, який у
середньому за видами та сортами гортензій становив 65,1–67,2 % відповідно. Найнижчою кількість
життєздатних експлантів була за введення в їх в культуру 05 травня та становила 17,9 та 20,6 %.Розвиток меристем, експресія або пригнічення тотипотентності залежали від умов, у які експланти потрапляли в
культуру in vitro. Кращі результати отримано при висаджуванні стерилізованого рослинного матеріалу на живильне середовище і культивуванні за температури повітря 25±1 °C при 16-годинному фотоперіоді з
інтенсивністю освітлення 1–3 клк та відносній вологості 75 %.
Посилання
1. Rybalchenko, A. M., & Kryvoruchko, L. M. (2024). Microclonal reproduction in in vitro culture: Possibilities and advantages of use. Ukrainian Journal of Natural Sciences,10, 150–157. https://doi.org/10.32782/naturaljournal.10.2024.14
2. Khan, Z., Akram, A., Irfan, M., & Khan, K. (2025). Cloning of plant cells: Different methods of cloning and its applications – Advantages and disadvantages of plant cell cloning. In D. Singh, D. N. Chauhan, N. S. Chauhan, & M. Singh (Eds.), Plant biotechnology: The medicinal and phytopharmaceutical aspects (1st ed., pp. 103–119). CRC Press.
3. Vinoth, A., & Ravindhran, R. (2013). In vitro propagation – A potential method for plant conservation. International Journal of Computer Algorithm, 2, 268–272.
4. Mehbub, H., Akter, A., Akter, Mst. A., Mandal, M. S. H., Hoque, Md. A., Tuleja, M., & Mehraj, H. (2022). Tissue culture in ornamentals: Cultivation factors, propagation techniques, and its application. Plants, 11 (23), 3208. https://doi.org/10.3390/plants11233208
5. Kumar, M., Sirohi, U., Malik, S., Kumar, S., Ahirwar, G. K., Chaudhary, V., Yadav, M. K., Singh, J., Kumar, A., Pal, V., & Prakash, S. (2022). Methods and factors influencing in vitro propagation efficiency of ornamental tuberose (Polianthes Species): A systematic review of recent developments and future prospects. Horticulturae, 8(11), 998. https://doi.org/10.3390/horticulturae8110998
6. Chornobrov, O. Yu., & Tkachova, O. E. (2021). Optimization of explants in vitro sterilization protocol of some deciduous tree species. Ukrainian Journal of Forest and Wood Science, 12(3), 80. https://doi.org/10.31548/forest2021.03.007
7. Gautam, N., Faroda, P., Agarwal, T., Harish, & Gupta, A. K. (2024). Effect of microclimatic physical factors on in vitro morphogenesis of plants: a systematic review. Discover Agriculture, 2(1), 13. https://doi.org/10.1007/s44279-024-00022-5
8. Mosoh, D. A., Khandel, A. K., Verma, S. K., & Vendrame, W. A. (2023). Effects of sterilization methods and plant growth regulators on in vitro regeneration and tuberization in Gloriosa superba (L.). In Vitro Cellular & Developmental Biology - Plant, 59(6), 792–807. https://doi.org/10.1007/s11627-023-10387-9
9. Krens, F. A., & Jamar, D. (1989). The role of explant source and culture conditions on callus induction and shoot regeneration in sugarbeet (Beta vulgaris L.). Journal of Plant Physiology, 134(6), 651–655. https://doi.org/10.1016/s0176-1617(89)80022-7
10. Mosoh, D. A., Khandel, A. K., Verma, S. K., & Vendrame, W. A. (2023). Effects of sterilization methods and plant growth regulators on in vitro regeneration and tuberization in Gloriosa superba (L.). In Vitro Cellular & Developmental Biology - Plant, 59(6), 792–807. https://doi.org/10.1007/s11627-023-10387-9
11. Davoudpour, Y., Schmidt, M., Calabrese, F., Richnow, H. H., & Musat, N. (2020). High resolution microscopy to evaluate the efficiency of surface sterilization of Zea Mays seeds. Plos One, 15(11), e0242247. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0242247
12. Sahu, P. K., Tilgam, J., Mishra, S., Hamid, S., Gupta, A. K., Verma, S. K., & Kharwar, R. N. (2022). Surface sterilization for isolation of endophytes: Ensuring what (not) to grow. Journal of Basic Microbiology, 62(6), 647–668. https://doi.org/10.1002/jobm.202100462
13. Kiran, Garg, V., Dutt, R., Singh, M. R., Singh, D., & Singh, R. P. (2025). Sterilization methods and techniques involved in tissue culture, with protocols to sterilize different plant parts. In D. Singh, D. N. Chauhan, N. S. Chauhan, & M. Singh (Eds.), Plant biotechnology: The medicinal and phytopharmaceutical aspects (pp. 61–73). CRC Press. https://doi.org/10.1201/9781003326939-7
14. Permadi, N., Nurzaman, M., Alhasnawi, A. N., Doni, F., & Julaeha, E. (2023). Managing Lethal Browning and Microbial Contamination in Musa spp. tissue culture: Synthesis and perspectives. Horticulturae, 9(4), 453. https://doi.org/10.3390/horticulturae9040453
15. Nagamani, J. E., Indu, B. K., Subbalakshmi, G., & Anuradha, M. (2025). Laboratory design and functionality. In M. Anuradha & S. Balasubramanya (Eds.), In vitro production of plant secondary metabolites (pp. 35–56). Springer. https://doi.org/10.1007/978-981-97-8808-8_3
16. Greer, S. P., & Rinehart, T. A. (2010). Dormancy and germination in vitro response of Hydrangea macrophylla and Hydrangea paniculata seed to light, cold-treatment and gibberellic acid. Journal of Environmental Horticulture, 28(1), 41–47. https://doi.org/10.24266/0738-2898-28.1.41
17. Sacco, E., Savona, M., Antonetti, M., Grassotti, A., Pasqualetto, P. L., & Ruffoni, B. (2012). In vitro propagation and regeneration of several Hydrangea genotypes. Acta Horticulturae, 937, 565–572. https://doi.org/10.17660/actahortic.2012.937.68
18. Onica, N., Nicolae, I. C., Roșca, I., Tabăra, M., Ciorchină, N., Glijin, A., & Venat, O. (2025). Genotype-dependent responses to sterilization and resterilization in in vitro cultures of Hydrangea macrophylla. AGROFOR International Journal, 10(3), 48–56.
19. Zaripova, A. (2024). Obtaining aseptic in vitro culture of Hydrangea paniculata 'Samarskya Lydia'. BIO Web of Conferences, 121, 01008. https://doi.org/10.1051/bioconf/202412101008
20. Šiško, M. (2016). In vitro tissue culture initiation from potted and garden Hydrangea macrophylla explants. Agricultura, 13(1-2), 65–69. https://doi.org/10.1515/agricultura-2017-0008
Downloads
Опубліковано
Як цитувати
Номер
Розділ
Ліцензія
Ця робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution 4.0 International License.
