Діагностична ефективність способів копроовоскопії під час виявлення яєць стронгілід травного тракту у овець
DOI:
https://doi.org/10.31210/spi2026.29.02.09Ключові слова:
паразитологія, вівці, стронгілідози, зажиттєва діагностика, копроовоскопія, ефективністьАнотація
Шлунково-кишкові нематодози, зокрема стронгілідози, призводять до економічних збитків тваринницьким господарствам унаслідок негативного впливу паразитів на організм жуйних. Залежно від виду стронгілід вони можуть спричинити анемію, діарею, втрату ваги, зниження продуктивності та загибель. Для лабораторної діагностики стронгілідозів травного тракту у тварин використовують загальновідомі способи флотації, які включають мікроскопічне виявлення яєць, і чутливість яких значно різниться, що може призвести до зниження ефективності проведення діагностичних заходів. Метою досліджень було дослідити у порівняльному аспекті чутливість та ефективність відомих способів копроовоскопії за стронгілідозів травного тракту овець. В експериментальних умовах проведено випробування чотирьох методів флотації, а саме: Дахна (із бішофітом), Сорокової (із сумішшю розчинів кальцієвої та аміачної селітри), Стародуба (із сумішшю розчинів цукру та кальцієвої селітри), Петренка (із сумішшю розчинів кальцієвої селітри, цукру та кухонної солі) за експозицій 5, 10 та 15 хвилин. Проведеними дослідженнями встановлено, що всі випробувані способи копроовоскопії є чутливими та дозволяють виявляти 100 % позитивних проб. Водночас найбільш ефективним способом, який дозволяє виділити найбільшу кількість яєць стронгілід травного тракту у овець, виявився спосіб Петренка. За його використання та експозиції копропроб 5 хв показники інтенсивності стронгілідозної інвазії перевищували результативність способів Дахна – на 32,3 %, Сорокової – на 19,4 %, Стародуба – на 8,8 %. За експозицій 10 та 15 хв ефективність способу Петренка перевищувала показники інвазованості тварин стронгілідами травного тракту, отримані за використання способів Дахна – на 36,1 та 30,2 %, Сорокової – на 26,3 та 22,5 %, Стародуба – на 19,5 та 16,9 % відповідно. Отримані результати досліджень дозволяють рекомендувати спосіб, де в якості флотанту використовують суміш розчинів кальцієвої селітри, цукру та кухонної солі, для ефективної зажиттєвої лабораторної діагностики стронгілідозів травного тракту у овець.
Посилання
1. Olmedo-Juárez, A., Zarza-Albarran, M. A., Rojo-Rubio, R., Zamilpa, A., González-Cortazar, M., Mondragón-Ancelmo, J., Rivero-Pérez, N., & Mendoza-de Gives, P. (2020). Acacia farnesiana pods (plant: Fabaceae) possesses anti-parasitic compounds against Haemonchus contortus in female lambs. Experimental Parasitology, 218, 107980. https://doi.org/10.1016/j.exppara.2020.107980
2. Roeber, F., Jex, A. R., & Gasser, R. B. (2013). Advances in the diagnosis of key gastrointestinal nematode infections of livestock, with an emphasis on small ruminants. Biotechnology Advances, 31(8), 1135–1152. https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2013.01.008
3. Zajíčková, M., Nguyen, L. T., Skálová, L., Raisová Stuchlíková, L., & Matoušková, P. (2020). Anthelmintics in the future: current trends in the discovery and development of new drugs against gastrointestinal nematodes. Drug Discovery Today, 25(2), 430–437. https://doi.org/10.1016/j.drudis.2019.12.007
4. Walker, J. G., & Morgan, E. R. (2014). Generalists at the interface: Nematode transmission between wild and domestic ungulates. International Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife, 3(3), 242–250. https://doi.org/10.1016/j.ijppaw.2014.08.001
5. White, L. A., Forester, J. D., & Craft, M. E. (2017). Dynamic, spatial models of parasite transmission in wildlife: Their structure, applications and remaining challenges. Journal of Animal Ecology, 87(3), 559–580. https://doi.org/10.1111/1365-2656.12761
6. Winter, J., Rehbein, S., & Joachim, A. (2018). Transmission of helminths between species of ruminants in Austria appears more likely to occur than generally assumed. Frontiers in Veterinary Science, 5, 30. https://doi.org/10.3389/fvets.2018.00030
7. Côté, S. D., Rooney, T. P., Tremblay, J.-P., Dussault, C., & Waller, D. M. (2004). Ecological impacts of deer overabundance. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics, 35(1), 113–147. https://doi.org/10.1146/annurev.ecolsys.35.021103.105725
8. Skuce, P. J., Morgan, E. R., van Dijk, J., & Mitchell, M. (2013). Animal health aspects of adaptation to climate change: beating the heat and parasites in a warming Europe. Animal, 7, 333–345. https://doi.org/10.1017/s175173111300075x
9. Charlier, J., Rinaldi, L., Musella, V., Ploeger, H. W., Chartier, C., Vineer, H. R., Hinney, B., von Samson-Himmelstjerna, G., Băcescu, B., Mickiewicz, M., Mateus, T. L., Martinez-Valladares, M., Quealy, S., Azaizeh, H., Sekovska, B., Akkari, H., Petkevicius, S., Hektoen, L., Höglund, J., Morgan, E. R., Bartley, D. J., & Claerebout, E. (2020). Initial assessment of the economic burden of major parasitic helminth infections to the ruminant livestock industry in Europe. Preventive Veterinary Medicine, 182, 105103. https://doi.org/10.1016/j.prevetmed.2020.105103
10. Rashid, M., Rashid, M. I., Akbar, H., Ahmad, L., Hassan, M. A., Ashraf, K., Saeed, K., & Gharbi, M. (2018). A systematic review on modelling approaches for economic losses studies caused by parasites and their associated diseases in cattle. Parasitology, 146(2), 129–141. https://doi.org/10.1017/s0031182018001282
11. Charlier, J., Höglund, J., von Samson-Himmelstjerna, G., Dorny, P., & Vercruysse, J. (2009). Gastrointestinal nematode infections in adult dairy cattle: Impact on production, diagnosis and control. Veterinary Parasitology, 164(1), 70–79. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2009.04.012
12. Almalaik, A. H. A., Bashar, A. E., & Abakar, A. D. (2008). Prevalence and dynamics of some gastrointestinal parasites of sheep and goats in Tulus area based on post-mortem examination. Asian Journal of Animal and Veterinary Advances, 3(6), 390–399. https://doi.org/10.3923/ajava.2008.390.399
13. Besier, R. B., Kahn, L. P., Sargison, N. D., & Van Wyk, J. A. (2016). The pathophysiology, ecology and epidemiology of Haemonchus contortus infection in small ruminants. Advances in Parasitology, 93, 95–143. https://doi.org/10.1016/bs.apar.2016.02.022
14. Torres-Acosta, J. F. J., & Hoste, H. (2008). Alternative or improved methods to limit gastro-intestinal parasitism in grazing sheep and goats. Small Ruminant Research, 77(2-3), 159–173. https://doi.org/10.1016/j.smallrumres.2008.03.009
15. Mohammed, N., Taye, M., Asha, A., & Sheferaw, D. (2014). Epizootological study of small ruminant gastrointestinal strongyles in Gamo-Gofa Zone, Southern Ethiopia. Journal of Parasitic Diseases, 40(2), 469–474. https://doi.org/10.1007/s12639-014-0528-1
16. Nielsen, M. K. (2021). Parasite faecal egg counts in equine veterinary practice. Equine Veterinary Education, 34(11), 584–591. https://doi.org/10.1111/eve.13548
17. Bryan, R. P., & Kerr, J. D. (1989). The relation between the natural worm burden of steers and the faecal egg count differentiated to species. Veterinary Parasitology, 30(4), 327–334. https://doi.org/10.1016/0304-4017(89)90102-7
18. Teixeira, W. F P., Gomes, L. V. C., Felippelli, G., Buzzulini, C., Zapa, D. M. B., Cavalcante, A. S. d. A., Borges, D. G. L., Ferreira, L. L., Santos, T. R. d., Soares, V. E., Arnhold, E., Costa, A. J. d., Borges, F. d. A., & Lopes, W. D. Z. (2021). Investigation of fecal egg counts versus worm burden and helminth fauna in cattle treated or not with macrocyclic lactones in a tropical region. Veterinary Parasitology, 300, 109618. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2021.109618
19. Eysker, M., & Ploeger, H. W. (2000). Value of present diagnostic methods for gastrointestinal nematode infections in ruminants. Parasitology, 120(7), 109–119. https://doi.org/10.1017/s0031182099005752
20. Dakhno, I. S., & Dakhno, Yu. I. (2010). Ekolohichna helmintolohiia [Ecological helminthology]. Navchalnyi posibnyk. Kozatskyi val, VAT “SOD” (in Ukrainian)
21. Sorokova, S. S. (2019). Comparative effectiveness of the methods of coproovoscopic diagnosing sheep strongyloidosis. Scientific Progress & Innovations, 3, 146–151. https://doi.org/10.31210/visnyk2019.03.19
22. Starodub, Ye. S. (2019). Improving coproovoscopic diagnostics of trichostrongylosis of geese. Scientific Progress & Innovations, 1, 222–226. https://doi.org/10.31210/visnyk2019.01.26
23. Petrenko, M. (2023). Effectiveness of the improved method of lifelong diagnostics trichurosis of sheep. Ukrainian Journal of Veterinary and Agricultural Sciences, 6(3), 13–16. https://doi.org/10.32718/ujvas6-3.03
Downloads
Опубліковано
Як цитувати
Номер
Розділ
Ліцензія
Ця робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution 4.0 International License.
